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合成磺酸化唾液酸寡糖文库揭示Siglec-配体结合特性

近年来,许多临床或临床前研究表明了以唾液酸- Siglec 轴为靶点的肿瘤免疫治疗具有巨大的发展潜力[1] 唾液酸结合免疫球蛋白样凝集素(Siglecs)是一类特异表达于免疫细胞的 I 型凝集素跨膜受体,通过与唾液酸寡糖的结合发挥免疫调节功能[2] 人体内已发现的15种Siglec受体,根据其胞内信号结构域,可分为非信号受体(Sig-lec-1 和 -4)、激活性受体(Siglec-14、-15 和 -16)和抑制性受体(Siglec-2、-3、-5、-6、-7、-8、-9、-10、-11 和 -12)[3] 在免疫突触中,抑制性 Siglecs 与唾液酸寡糖表位(glycan epitope)结合启动抑制信号,以类似于 PD-1 和 PD-L1 的相互作用方式抑制免疫细胞的活化。这种 Siglecs 被称作糖免疫检查点(Glyco-immune checkpoints)[4] 尽管已经发现Siglecs具备强大的免疫调节功能,然而Siglec受体与糖配体的相互作用规律仍不明晰。尤其是尚无直接证据表明 Siglec 家族蛋白是结合什么样种类的唾液酸寡糖(比如N-糖、O-糖或糖脂)而发挥生理学活性。


尽管人体内糖分子结构复杂,种类多样,但其生物学功能的执行通常是依赖于非还原末端的寡糖表位。一个典型的例证是血型 ABO 的不同取决于其寡糖抗原决定簇的最末端单糖结构的差异[5] 在人体内,唾液酸通过与半乳糖(Gal)连接以Neu5Acα2,3/6Galβ1,4GlcNAc、Neu5Acα2,3/6Galβ1,3GlcNAc、Neu5Acα2,3/6Galβ1,4Glc 和 Neu5Acα2,3/6Galβ1,3GalNAc 四种结构形式存在于糖结构的非还原末端而发挥其生理功能[6] 现有研究表明唾液酸寡糖表位的磺酸化修饰,如 Gal, GlcNAc 或 GalNAc 的 6 位伯羟基的磺酸化,能够显著影响唾液酸寡糖与 Siglecs 的结合。例如,人源Siglec-2、-8 和 -9的优势天然糖配体均为磺酸化唾液酸寡糖[2] 然而,由于磺酸化唾液酸寡糖结构复杂多样,制备困难,该类糖分子的磺酸化模式对 Siglecs 结合特异性产生的影响在很大程度上是未知的。


近年来,加州大学 Davis 分校的 Xi Chen团队、中国海洋大学曹鸿志教授团队、马里兰大学的 Laixi Wang 团队以及乌得勒支大学的 Geert-Jan Boons团队等多个糖科学实验室已在磺酸化唾液酸寡糖合成方面取得了较大进展,[7-12] 但该类糖分子的合成仍存在许多难题。

图1. 寡糖合成与活性筛选流程图。


中国科学院上海药物研究所文留青点击查看介绍)课题组历时五年,设计发展了酶-唾液酸化-控制的化学磺酸化策略,构建了基于Siglec糖配体的磺酸化唾液酸寡糖分子库,并系统解析了不同Siglec受体与配体的相互作用规律(图1)。

图2. 合成的 66 种寡糖分子结构。


该研究将唾液酸作为一种“化学保护基”使用,运用酶驱动的寡糖唾液酸化(保护)和去唾液酸化(脱保护),结合适当的化学磺酸化操作,实现 4 种骨架糖分子 (Galβ1,4GlcNAc、Galβ1,3GlcNAc、Galβ1,4Glc 和 Galβ1,3GalNAc) 的区域选择性磺酸化修饰。随后,对合成的 22 种骨架糖分子进行唾液酸化修饰,从而得到包含 66 种糖分子的寡糖分子库(图2)。随后,该研究利用糖芯片技术筛选了12种最具代表性的人源Siglecs的结合特性(图3)。结果显示,对大部分Siglec,磺酸化修饰能够显著增强唾液酸寡糖与 Siglecs 结合亲和力,且糖配体的磺酸化模式和骨架结构与其结合 Siglecs 的规律密切相关。

图3. 12 种人源 Siglecs 的糖芯片筛选结果。


综上所述,作者开发了一种通用的高效合成策略,成功构建了涵盖大多数磺酸化唾液酸寡糖表位结构的糖分子库,并绘制了目前为止最为全面的 Siglec -配体相互作用图谱,深刻地揭示了 Siglecs 与配体相互作用的规律,并再次证明了唾液酸寡糖的末端表位结构在其与 Siglecs 结合过程中的决定性作用。同时该研究构建的糖芯片平台,可以广泛应用于相关生物功能蛋白的活性筛选。


该研究近期发表在J. Am. Chem. Soc.上。第一作者是上海药物所博士后马圣洲,上海药物所科研助理张鹏飞、美国 Scripps 研究所博士后叶金凤为论文共同第一作者。通讯作者是上海药物所文留青研究员,美国 Scripps 研究所吴鹏教授和上海药物所张家彬研究员为该论文共同通讯作者。该工作得到了上海分院青年攀登计划、国家基金委、上海市基金委、上海市糖专项的等项目的资助(Scripps 研究所的叶金凤博士和吴鹏教授受到了美国国家卫生研究院(NIH)的资助)。


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Enzyme-Sialylation-Controlled Chemical Sulfation of Glycan Epitopes for Decoding the Binding of Siglec Ligands

Shengzhou Ma, Pengfei Zhang, Jinfeng Ye, Yinping Tian, Xiao Tian, Jaesoo Jung, Matthew S. Macauley, Jiabin Zhang*, Peng Wu*, Liuqing Wen*

J. Am. Chem. Soc., 2024, DOI: 10.1021/jacs.4c08817


导师介绍

文留青

https://www.x-mol.com/university/faculty/211707 


参考文献:

1. Duan, S. T.; Paulson, J. C., Siglecs as Immune Cell Checkpoints in Disease. Annu Rev Immunol 202038, 365-395.

2. Macauley, M. S.; Crocker, P. R.; Paulson, J. C., Siglec-mediated regulation of immune cell function in disease. Nat Rev Immunol 201414 (10), 653-666.

3. Movsisyan, L. D.; Macauley, M. S., Structural advances of Siglecs: insight into synthetic glycan ligands for immunomodulation. Org Biomol Chem 202018 (30), 5784-5797.

4. Yang, Z.; Hou, Y.; Grande, G., et al., Targeted desialylation and cytolysis of tumour cells by fusing a sialidase to a bispecific T-cell engager. Nat Biomed Eng 2024(5), 499-512.

5. Jajosky, R. P.; Wu, S. C.; Zheng, L., et al., ABO blood group antigens and differential glycan expression: Perspective on the evolution of common human enzyme deficiencies. iScience 202326 (1), 105798.

6. Cummings, R. D., The repertoire of glycan determinants in the human glycome. Mol Biosyst 2009(10), 1087-1104.

7. Santra, A.; Yu, H.; Tasnima, N., et al., Systematic chemoenzymatic synthesis of O-sulfated sialyl Lewis x antigens. Chem Sci 2016(4), 2827-2831.

8. Gao, T.; Yan, J. Y.; Liu, C. C., et al., Chemoenzymatic Synthesis of O-Mannose Glycans Containing Sulfated or Nonsulfated HNK-1 Epitope. J Am Chem Soc 2019141 (49), 19351-19359.

9. Huang, K.; Li, C.; Zong, G., et al., Site-selective sulfation of N-glycans by human GlcNAc-6-O-sulfotransferase 1 (CHST2) and chemoenzymatic synthesis of sulfated antibody glycoforms. Bioorg Chem 2022128, 106070.

10. Huang, K.; Bashian, E. E.; Zong, G., et al., Chemoenzymatic Synthesis of Sulfated N-Glycans Recognized by Siglecs and Other Glycan-Binding Proteins. JACS Au 2024(8), 2966-2978.

11. Wu, Y.; Vos, G. M.; Huang, C., et al., Exploiting Substrate Specificities of 6-O-Sulfotransferases to Enzymatically Synthesize Keratan Sulfate Oligosaccharides. JACS Au 2023(11), 3155-3164.

12.Wu, Y.; Bosman, G. P.; Chapla, D., et al., A Biomimetic Synthetic Strategy Can Provide Keratan Sulfate I and II Oligosaccharides with Diverse Fucosylation and Sulfation Patterns. J Am Chem Soc 2024146 (13), 9230-9240.


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